Cómo medir el crecimiento de bacterias en placas de Petri

Escrito por palmer owyoung | Traducido por mariano salgueiro
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Cómo medir el crecimiento de bacterias en placas de Petri
Científico experimentando con placas de Petri. (Jupiterimages/Photos.com/Getty Images)

Las bacterias crecen en placas de Petri sobre un medio sólido conocido como agar bacteriano, donde se forman colonias circulares que pueden recuperarse para trabajos o análisis posteriores. Su crecimiento puede medirse mediante una simple observación del número y la densidad de las colonias, sin embargo, existen métodos más cuantitativos que incluyen el uso de una cámara de conteo, o con más frecuencia, conteos de viables en placa. El último método se usa con mayor frecuencia, ya que proporciona información cualitativa como el efecto de variar las condiciones de crecimiento. Aquí encontrarás la descripción de los conteos de viables en placa para la medición del crecimiento de bacterias.

Nivel de dificultad:
Moderado

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Necesitarás

  • Un medio de dilución
  • Pipetas y tips
  • Tubos
  • Medio de cultivo de bacterias y placas de agar
  • Un agitador
  • Un mechero Bunsen
  • Asa de vidrio para esparcir
  • Etanol al 70 por ciento

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Instrucciones

  1. 1

    Establece una serie de tubos que contengan diluciones de medio seriadas 1:10. Por ejemplo, coloca una fila de 10 tubos y agrega 10 microlitros del cultivo de bacterias inicial en 90 microlitros de medio de dilución. Cierra la tapa del tubo con firmeza y agita con suavidad para obtener una mezcla homogénea. Transfiere 10 microlitros de esta dilución al próximo tubo que contiene 90 microlitos de medio de dilución, y continúa así. Asegúrate de que cada tubo esté etiquetado con la dilución correcta, por ejemplo: 10~1, 10~2, etc.

  2. 2

    Dispensa 10 microlitos de la última dilución (para generar un factor de placa de 10) sobre la placa de agar. Repite este procedimiento para hacer la cantidad de replicas que necesites, sin embargo, los duplicados suelen ser suficientes. Sumerge el borde de esparción del asa de vidrio para esparcir en etanol al 70 por ciento y luego colócalo rápidamente a la llama de un mechero Bunsen. Deja que se encienda el etanol y quema el alcohol lentamente con el fin de matar toda posible contaminación bacteriana. Nunca omitas este paso, ya que estas bacterias se esparcirán y crecerán en el agar y provocarán errores. Usando el borde del asa de vidrio, toca la parte seca del agar (la parte que no tenga bacterias) para enfriarlo, el agar no debería derretirse por contacto, luego utilízalo para esparcir la solución bacteriana por toda la superficie de la placa de agar. Reemplaza la tapa y deja que las placas de agar se sequen durante varios minutos, ya sea debajo de la llama sobre el banco del laboratorio o en una incubadora. Luego invierte las placas, apoyándolas sobre sus tapas, coloca el nombre del investigador, la fecha del experimento, y los detalles (por ejemplo, el nombre de la cepa bacteriana, procedimiento genético, etc). Coloca las placas en la incubadora, que debería configurarse a la temperatura apropiada para la cepa bacteriana que estás analizando, y deja que crezca de 12 a 16 horas.

  3. 3

    Las colonias deberían poder verse al cabo de 16 horas, sin embargo, algunas cepas con ciertas modificaciones genéticas podrían tomar más tiempo (por ejemplo, desarrollo de color). Cuando las colonias puedan observarse, saca las placas de la incubadora y toma las que tengan entre 30 y 300 colonias. Usando un marcador indeleble, coloca un punto en la parte inferior de la placa de Petri (el lado que tiene el agar, no la tapa) en donde puedas ver una colonia a través del agar, y cuéntalo. Repite este procedimiento hasta haber marcado y contado todas las colonias.

  4. 4

    Para derivar la cantidad de bacterias del cultivo original del experimento, usa la siguiente fórmula: Número de colonias contadas X factor de dilución (por ejemplo, 10~7, o 10~9, etc) X factor de dilución de placa (por ejemplo, 10) = Número de unidades formadoras de colonias (CFU, por colony forming units) por mililitro de cultivo original.

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